سال 20، شماره 78 - ( English 1400 )
سال 20 شماره 78 صفحات 89-78 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Qaderi A, Mehrafarin A, Rezazadeh S, Zarinpanjeh N. The efficient method for in vitro micropropagation of Ginkgo biloba L.. J. Med. Plants 2021; 20 (78) :78-89
URL: http://jmp.ir/article-1-3046-fa.html
URL: http://jmp.ir/article-1-3046-fa.html
قادری اردشیر، مهرآفرین علی، رضازاده شمسعلی، زرین‌پنجه نسیم. روشی مؤثر در ریزازدیادی درون شیشه‌ای گیاه ژینکو. فصلنامه گياهان دارویی. 1400; 20 (78) :78-89
اردشیر قادری1 
، علی مهرآفرین1 ، شمسعلی رضازاده1 ، نسیم زرین‌پنجه* 2
، علی مهرآفرین1 ، شمسعلی رضازاده1 ، نسیم زرین‌پنجه* 2
1- مرکز تحقیقات گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، پژوهشکده گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، کرج، ایران
2- مرکز تحقیقات گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، پژوهشکده گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، کرج، ایران ،zarinpanjeh@imp.ac.ir
2- مرکز تحقیقات گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، پژوهشکده گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، کرج، ایران ،
چکیده: (7246 مشاهده)
مقدمه: عصاره برگ درخت ژینکو (Ginkgo biloba L.) به دلیل دارا بودن خواص درمانی چون تنظیم جریان خون مغزی، محافظت در برابر رادیکال‌های آزاد، تأخیر در پیشرفت زوال عقل و دیابت در پزشکی استفاده می‌شود. هدف: هدف از تحقیق حاضر، بهینه‌سازی تکثیر گیاه ژینکو به روش ریزازدیادی از طریق کشت بافت می‌باشد. روش بررسی: ریزنمونههای مختلفی چون برگ، ساقه و جوانه‌های جانبی، گندزدایی سطحی شدند. سپس به منظور القا ساقه و ریشه، بر روی محیط کشت WPM به همراه انواع و غلظت‌های متنوعی از تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی کشت داده شدند. نتایج: بهترین تیمار از نظر درصد القای نوساقه (100 درصد)، طول نوساقه باززا شده (2/47 سانتی‌متر) و تعداد برگ‌های باززا شده (6/5)، حاصل کشت جوانه جانبی در محیط کشت WPM به همراه کینتین به میزان 1 میلی‌گرم در لیتر و ایندول-3 -استیک اسید به میزان 0/5 میلی‌گرم در لیتر بوده است. بهترین محیط القا ریشه بر اساس ریشه‌زایی (100 درصد) و طول ریشه‌های باززا شده (8/5 سانتی‌متر) نیز محیط کشت WPM به همراه ایندول-3 -بوتیریک اسید به میزان 1 میلی‌گرم در لیتر و زغال فعال به میزان 2 گرم در لیتر به دست آمد. پس از طی مرحله سازگاری، 60 درصد از گیاهچه‌های باززا شده، زنده ماندند. در نهایت، بر اساس آنالیز HPLC، تفاوت معنی‌داری بین میزان کوئرستین موجود در برگ‌های گیاهچه‌های تکثیر شده در شرایط درون شیشه یا پایه مادری آنها مشاهده نشد. نتیجه‌گیری: این شیوه‌نامه بهینه‌سازی شده می‌تواند به عنوان روشی کارآمد در ریزادیادی تجاری درخت ژینکو مورد استفاده قرار گیرد.
نوع مطالعه: پژوهشی |
موضوع مقاله:
بيوتكنولوژی
دریافت: 1399/11/18 | پذیرش: 1400/2/20 | انتشار: 1400/3/11
دریافت: 1399/11/18 | پذیرش: 1400/2/20 | انتشار: 1400/3/11
فهرست منابع
1. Jacobs BP and Browner WS. Ginkgo biloba: a living fossil. Am. J. Med. 2000; 108: 341-342. [DOI:10.1016/S0002-9343(00)00290-4]
2. Chan PC, Xia Q, and Fu PP. Ginkgo Biloba Leave Extract: Biological, Medicinal, and Toxicological Effects. J. Environ. Sci. Heal. C 2007; 25: 211-244. [DOI:10.1080/10590500701569414]
3. Sabater-Jara AB, Souliman-Youssef S, Novo-Uzal E, Almagro L, Belchı'-Navarro S and Pedren˜o MA. Biotechnological approaches to enhance the biosynthesis of ginkgolides and bilobalide in Ginkgo biloba. Phytochem. Rev. 2013; 12:191-205. [DOI:10.1007/s11101-013-9275-7]
4. Cheng SY, Xu F and Wang Y. Advances in the study of flavonoids in Ginkgo biloba leaves. J. Med. Plants Res. 2009; 3: 1248-1252.
5. Weimann S, Roll S, Schwarzbach C, Vauth C and Willich SN. Effects of Ginkgo biloba in dementia: systematic review and meta-analysis. BMC Geriatr. 2010; 10: 1-14. [DOI:10.1186/1471-2318-10-14]
6. Kumar Mohanta T, Tamboli Y and Zubaidha PK. Phytochemical and medicinal importance of Ginkgo biloba L. Nat. Prod. Res. 2014; 28: 746-752. [DOI:10.1080/14786419.2013.879303]
7. Zhou L, Meng Q, Quian T and Yang Z. Ginkgo biloba extract enhances glucose tolerance in hyperinsulinism-induced hepatic cells. J. Nat. Med. 2011; 65: 50-56. [DOI:10.1007/s11418-010-0456-z]
8. Van Beek TA. Chemical analysis of Ginkgo biloba leaves and extracts. J. Chromatogr. 2002; 937: 21-55. [DOI:10.1016/S0021-9673(02)00172-3]
9. Isah T. Nodal segment explant type and preconditioning influence in vitro shoot morphogenesis in Ginkgo biloba L. Plant Physiol. Rep. 2019; 25:74-86. [DOI:10.1007/s40502-019-00475-7]
10. Yuan Z, Tian Y, He F and Zhou H. Endophytes from Ginkgo biloba and their secondary metabolites. Chin. Med. 2019; 14: 51. [DOI:10.1186/s13020-019-0271-8]
11. Tommasi F, Scaramuzzi F. In vitro propagation of Ginkgo biloba by using various bud cultures. Biol. Plantarum 2004; 48: 297-300. [DOI:10.1023/B:BIOP.0000033460.75432.d1]
12. Mantovani NC, Grando MF, Xavier A and Otoni WC. In vitro shoot induction and multiplication from nodal segments of adult Ginkgo biloba plants. Hortic. Bras. 2013; 31; 184-189. [DOI:10.1590/S0102-05362013000200003]
13. Chaudhury A, Power JB, Davey MR. High frequency direct plant regeneration from leaf and petals of Cape Primose (Streptocarpus). JCSB 2010; 13: 107-112. [DOI:10.1007/s12892-010-0006-y]
14. Toliat M, Abdoli M, Ghorbani-Meshgin M, Khalighi-Sigaroodi F and Omidi, M. Investigation of in vitro culture of Ginkgo biloba through tissue culture of different explants. J. Med. Plants 2009; 8: 156-163. [In Persian].
15. Choi PS, Cho DH and Soh WY. Shoot organogenesis from immature zygotic embryo cultures of Ginkgo biloba. Biol. plantarum 2003; 47: 309-312. [DOI:10.1023/B:BIOP.0000022273.55284.d6]
16. Mccown BH and Sellmer JC. General Media and Vessels Suitable for Woody Plant Culture. Cell and Tissue Culture in Forestry, Springer, Dordrecht, 1987, pp: 4-16. [DOI:10.1007/978-94-017-0994-1_2]
17. Chandana BC, Kumari Nagaveni HC, Lakshmana D, Shashikala SK and Heena MS. Role of plant tissue culture in micropropagation, secondary metabolites production and conservation of some endangered medicinal crops. J. Pharmacogn. Phytochem. 2018; 3: 246-251.
18. Camper ND, Coker PS, Wedge DE and Keese RJ. In vitro culture of Ginkgo. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 1997; 33: 125-127. [DOI:10.1007/s11627-997-0009-7]
19. Choi PS, Cho D and Soh WY. Shoot organogenesis from immature zygotic embryo cultures of Ginkgo biloba. Biol. Plantarum 2003; 47: 309-312. [DOI:10.1023/B:BIOP.0000022273.55284.d6]
20. Friedman WE. Morphogenesis and experimental aspects of growth and development of the male gametophyte of Ginkgo biloba in Vitro. Am. J. Bot. 1987; 74: 1816-1830. [DOI:10.1002/j.1537-2197.1987.tb08784.x]
21. Mukhambetzhanov SK. Culture of nonfertilized female gametophytes in vitro. Plant Cell Tiss. Org. 1997; 48: 111-119. [DOI:10.1023/A:1005838113788]
22. Hassan SAM and Zayed NS. Factor controlling micropropagation of fruit trees: a review. Science International 2018; 6: 1-10. [DOI:10.17311/sciintl.2018.1.10]
23. Xiong H, Sun H, Zou F and Fan X. Micropropagation of Chinquapin (Castanea henryi) using axillary shoots and cotyledonary nodes. Hortic. Sci. 2018; 53: 1482-1486. [DOI:10.21273/HORTSCI13292-18]
24. Ridzuan NI, Abdullah N, Vun YL and Supramaniam CV. Micropropagation and defence enzymes assessment of Moringa oleifera L. plantlets using nodal segments as explants. S. Afr. J. Bot. 2019; 129: 56-61. [DOI:10.1016/j.sajb.2018.12.010]
25. Amiri S, Panahi B, Mohammadi R and Fattahi F. Effect of plant growth regulator combination on direct in vitro regeneration of Persian Lilac (Melia azedarach L.). Proc. Natl. Acad. Sci. B: Biol. Sci. 2020; 90: 261- 265. [DOI:10.1007/s40011-019-01099-5]
26. Erland LAE, Shukla MR, Glover WB and Saxena PK. A Simple and efficient method for analysis of plant growth regulators: a new tool in the chest to combat recalcitrance in plant tissue culture. Plant Cell Tiss. Org. 2017; 131: 459-470. [DOI:10.1007/s11240-017-1297-1]
27. Shirin F and Rana PK. In vitro plantlet regeneration from nodal explants of field-grown culms in Bambusa glaucescens willd. Plant Biotechnol Rep. 2007; 1:141-147. [DOI:10.1007/s11816-007-0020-9]
28. Saha S, Mori H and Hattori K. Synergistic effect of kinenin and benzyl adenine plays a vital role in high frequency regeneration from cotyledon explants of bottle gourd (Lagenaria siceraria) in relation to ethylene production. Breed Sci. 2007; 57: 197-202. [DOI:10.1270/jsbbs.57.197]
29. Rathore JS, Phulwaria M, Rai MK, Shekhawat S and Shekhawat NS. Use of liquid culture medium and ex vitro rooting for micropropagation of Acacia nilotica (L.) Del. ssp. cupressiformis. Indian J. Plant Physi. 2015; 20: 172-176. [DOI:10.1007/s40502-015-0149-4]
30. Shekhawat MS, Manokari M and Revathi J. (2017). In vitro propagation and ex vitro rooting of Aerva lanata (L.) Juss. Ex Schult. A rare medicinal plant. Indian J. Plant Physi. 2017; 22: 40- 47. [DOI:10.1007/s40502-016-0248-x]
31. Máximo WPF, Santos BR, Martins JPR, Beijo LA and Barbosa S. Multiplication and in vitro rooting of Handroanthus impetiginosus (Mart. Ex DC.) Mattos. Ci. Fl., Santa Maria, 2020; 30: 658-668. [DOI:10.5902/1980509827012]
32. Szyp-Borowska I, Ukalska J, Wojda T, Sulkowska M and Klisz M. Mocropropagation and in vitro rooting of Robinia pseudoacacia L. recalcitrant genotypes. Folia For. Pol. 2020; 62:13-21. [DOI:10.2478/ffp-2020-0002]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
