سال 18، شماره 72 و S12 - ( Supplement 12 1398 )
سال 18 شماره 72 و S12 صفحات 102-90 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
shaghaghi J, kordenaeej A, qaderi A. Evaluation of Genetic Diversity of Papaver bractaetum Lindl. Populations in Alborz Mountain Using SCoT Molecular Markers. J. Med. Plants 2019; 18 (72) :90-102
URL: http://jmp.ir/article-1-2553-fa.html
URL: http://jmp.ir/article-1-2553-fa.html
شقاقی جواد، کردنائیج علاءالدین، قادری اردشیر. ارزیابی تنوع ژنتیکی جمعیت‌های گیاه Papaver bractaetum Lindl. رشته کوه البرز با استفاده از نشانگرهای مولکولی SCoT. فصلنامه گياهان دارویی. 1398; 18 (72) :90-102
جواد شقاقی* 
1، علاءالدین کردنائیج2 ، اردشیر قادری3 
1، علاءالدین کردنائیج2 ، اردشیر قادری3
1- گروه اصلاح نباتات، دانشگاه شاهد، تهران، ایران ، javad_shaghaghi@yahoo.com
2- گروه به‌نژادی و بیوتکنولوژی کشاورزی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شاهد، تهران، ایران
3- مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، پژوهشکده گیاهان دارویی، جهاد دانشگاهی، کرج، ایران
2- گروه به‌نژادی و بیوتکنولوژی کشاورزی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شاهد، تهران، ایران
3- مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، پژوهشکده گیاهان دارویی، جهاد دانشگاهی، کرج، ایران
چکیده: (3382 مشاهده)
مقدمه: خشخاش کبیر Papaver bracteatum Lindl. از خانواده شقایقیان است که حاوی آلکالوئید مهمی مانند تبائین می‌باشد.
هدف: بررسی تنوع ژنتیکی و ساختار جمعیت خشخاش کبیر در رویشگاه رشته کوه البرز.
روش بررسی: 36 ژنوتیپ از سه جمعیت خشخاش (12 فرد از هر جمعیت) انتخاب و بعد از استخراج DNA ژنومی به روش دویل و دویل با استفاده از 26 آغازگر نشانگر مولکولی SCoTمورد پایش قرار گرفتند. محتوای تبائین کپسول با استفاده از روش کروماتوگرافی HPLC و مقایسه با منحنی استاندارد مورد اندازه‌گیری قرار گرفت.
نتایج: از مجموع 26 آغازگر، توسط 12 آغازگر 181 نوار قابل امتیاز تکثیر شد. دامنه و میانگین شاخص محتوای اطلاعات چندشکل (PIC) به ترتیب برابر 233/0 تا 335/0 و 289/0 بود. شاخص قدرت تفکیک(RP) آغازگرها بین 61/2 تا 5/6 متغیر بود. واریانس درون و بین جمعیت‌ها به ترتیب 57 و 43 درصد بود. تجزیه خوشه‌ای مبتنی بر UPGMA، 36 ژنوتیپ را به سه گروه تقسیم و تجزیه به مختصات اصلی (PCoA)نیز آن را تأیید نمود. بیشترین شباهت (86/0) بین جمعیت (پلور- سیاه‌بیشه) و کمترین شباهت (76/0) بین جمعیت (تهم- سیاه‌بیشه) بود. میان جمعیت‌ها از نظر محتوای تبائین تفاوت وجود داشت. پلور بیشترین و تهم کمترین مقدار تبائین را داشتند.
نتیجه‌گیری: نتایج نشان داد که نشانگر مولکولی SCoTقابلیت تفکیک جمعیت‌های خشخاش کبیر را دارد و ابزاری کارآمد در مطالعه تنوع ژنتیکی و ساختار جمعیت‌های این گیاه می‌باشد. همچنین نتایج کلی نشان داد که تولید متابولیت ثانویه تبائین تحت تأثیر عوامل محیطی و ژنتیکی قرار دارد.
هدف: بررسی تنوع ژنتیکی و ساختار جمعیت خشخاش کبیر در رویشگاه رشته کوه البرز.
روش بررسی: 36 ژنوتیپ از سه جمعیت خشخاش (12 فرد از هر جمعیت) انتخاب و بعد از استخراج DNA ژنومی به روش دویل و دویل با استفاده از 26 آغازگر نشانگر مولکولی SCoTمورد پایش قرار گرفتند. محتوای تبائین کپسول با استفاده از روش کروماتوگرافی HPLC و مقایسه با منحنی استاندارد مورد اندازه‌گیری قرار گرفت.
نتایج: از مجموع 26 آغازگر، توسط 12 آغازگر 181 نوار قابل امتیاز تکثیر شد. دامنه و میانگین شاخص محتوای اطلاعات چندشکل (PIC) به ترتیب برابر 233/0 تا 335/0 و 289/0 بود. شاخص قدرت تفکیک(RP) آغازگرها بین 61/2 تا 5/6 متغیر بود. واریانس درون و بین جمعیت‌ها به ترتیب 57 و 43 درصد بود. تجزیه خوشه‌ای مبتنی بر UPGMA، 36 ژنوتیپ را به سه گروه تقسیم و تجزیه به مختصات اصلی (PCoA)نیز آن را تأیید نمود. بیشترین شباهت (86/0) بین جمعیت (پلور- سیاه‌بیشه) و کمترین شباهت (76/0) بین جمعیت (تهم- سیاه‌بیشه) بود. میان جمعیت‌ها از نظر محتوای تبائین تفاوت وجود داشت. پلور بیشترین و تهم کمترین مقدار تبائین را داشتند.
نتیجه‌گیری: نتایج نشان داد که نشانگر مولکولی SCoTقابلیت تفکیک جمعیت‌های خشخاش کبیر را دارد و ابزاری کارآمد در مطالعه تنوع ژنتیکی و ساختار جمعیت‌های این گیاه می‌باشد. همچنین نتایج کلی نشان داد که تولید متابولیت ثانویه تبائین تحت تأثیر عوامل محیطی و ژنتیکی قرار دارد.
نوع مطالعه: پژوهشی |
موضوع مقاله:
بيوتكنولوژی
دریافت: 1398/3/27 | پذیرش: 1398/9/6 | انتشار: 1398/12/17
دریافت: 1398/3/27 | پذیرش: 1398/9/6 | انتشار: 1398/12/17
فهرست منابع
1. Amiryousefi A, Hyvonen J and Poczai P. iMEC: Online Marker Efficiency Calculator. Applications in Plant Sciences 2018; 6 (6): e1159. [DOI:10.1002/aps3.1159]
2. Anderson JA, Churchill GA, Autrique JE, Tanksley SD and Sorrells ME. Optimizing parental selection for genetic linkage maps. Genome 1993; 36: 181 - 186. [DOI:10.1139/g93-024]
3. Antonio AFG, Benchimol LL, Barbosa AMM, Geraldi IO and Souza CL. Comparison of RAPD, RFLP, AFLP, SSR marker for diversity studies in tropical maize inbred lines. Gen. Mol. Bio. 2004; 27: 579 - 88. [DOI:10.1590/S1415-47572004000400019]
4. Bhattacharyya P, Kumaria S, Kumar S and Tandon P. Start codon targeted (SCoT) Marker reveals genetic diversity of Dendrobium nobile Lindl. An endangered medicinal Orchid species. Geneme 2013; 529: 21-26. [DOI:10.1016/j.gene.2013.07.096]
5. Bhawna AMZ, Arya L and Verma M. Use of SCoT markers to assess the gene flow and population structure among two different populations of bottle gourd. Plant Gene. 2017; 9: 80-86. [DOI:10.1016/j.plgene.2016.09.001]
6. Collard BCY and Mackill DJ. Start codon targeted (SCoT) polymorphism: a simple, Novel DNA marker technique for generating gene targeted markers in plants. Plant Mol. Biol. 2009; 27: 86-93. [DOI:10.1007/s11105-008-0060-5]
7. Doyle JJ and Doyle JL. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem. Bull. 1987; 19: 11-15.
8. Evanno G, Regnaut S and Goudet J. Detecting the Number of Clusters of Individuals Using the Software STRUCTURE: A Simulation Study. Mol. Ecol. 2005; 14: 2611-2620. [DOI:10.1111/j.1365-294X.2005.02553.x]
9. Farsi M and Zolali J. Principle of Plant biotechnology. Ferdosi Mashhad University Press 2004, pp: 495.
10. Fiehn O. Metabolomics the link between genotypes and phenotypes. Plant Mol. Biol. 2002; 48: 155 - 171. [DOI:10.1007/978-94-010-0448-0_11]
11. Goldblatt P. Biosystematic studies in Papaver section Oxytona. Annals of the Missouri Botanical Garden. 1974; 61: 264 - 296. [DOI:10.2307/2395056]
12. Gorji AM, Poczai P, Polgar Z and Taller J. Efficiency of arbitrarily amplified dominant markers (SCoT, ISSR and RAPD) for diagnostic fingerprinting in tetraploid potato. American J. Potato Res. 2011; 88: 226-237. [DOI:10.1007/s12230-011-9187-2]
13. Grime J, Benefits of plant diversity to ecosystems: immediate, filter and founder effects. J. Ecol. 2002; 86: 902-910. [DOI:10.1046/j.1365-2745.1998.00306.x]
14. Hagel JM, MacLeod BP and Facchini PJ. Opium poppy. Biotechnol. Agric. Forest. 2007; 61: 169-187.
15. Kalia RK, Rai MK, Kalia S, Singh R and Dhawan AK. Microsatellite markers: an Overview of the recent progress in plants. Euphytica. 2011; 177: 309-334. [DOI:10.1007/s10681-010-0286-9]
16. Krenn L, Glantschnig S and Sorger U. Determination of the five major opium alkaloids by reversed phase high-performance liquid chromatography on a base-deactivated stationary phase. Chromatographia 1998; 47: 21-24. [DOI:10.1007/BF02466781]
17. Kyslikova E, Babiak P, Stepanek V, Zahradnik J, Palyzova A, Maresova H, Valesova R, Hajicek J and Kyslik P. Biotransformation of codeine to 14-OHcodeine derivatives by Rhizobium radiobacter R.89-1. J. Molecular Catalysis B: Enzymatic. 2013; 87: 1-5. [DOI:10.1016/j.molcatb.2012.10.004]
18. Milo J, Levy A and Palevitch D. The cultivation and breeding of P. bracteatum. In: J. Bernath (Editor) Poppy - The Genus Papaver, Harwood Academic Publisher, Amesterdam. 1998; pp: 279 - 289.
19. Mirzaei K and Mirzaghaderi G. Genetic diversity analysis of Iranian Nigella sativa L. landraces using SCoT markers and evaluation of adjusted polymorphism information content. Plant Genetic Resources 2017; 15: 64-71. [DOI:10.1017/S1479262115000386]
20. Mohammadi S and Prasanna B. Analysis of genetic diversity in crop plants-salient statistical tools and considerations. Crop Science 2003; 43: 1235-1248. [DOI:10.2135/cropsci2003.1235]
21. Nakagawa A, Minami H, Kim JS, Koyanagi T, Katayama T, Sat F and Kumagai H. A bacterial platform for fermentative production of plant alkaloids. Nature Communications 2011; 2: 1-9. [DOI:10.1038/ncomms1327]
22. Newman DJ and Cragg GM. Natural products as sources of new drugs over the 30 years from 1981 to 2010. J. Nat. Prod. 2012; 75: 311-335. [DOI:10.1021/np200906s]
23. Niknam S, Faramarzi MA, Abdi K, Yazdi MT, Amini M and Rastegar H. Bioconversion of codeine to semi-synthetic opiate derivatives by the cyanobacterium Nostoc muscorum. World J. Microbiol. Biotechnol. 2010; 26: 119-123. [DOI:10.1007/s11274-009-0150-z]
24. Nyman U. Selection for high thebaine/low morphine content (cpv. Morph: The) in Papaver somniferum L. Hereditas 1978; 89: 43-50. [DOI:10.1111/j.1601-5223.1978.tb00979.x]
25. Pritchard JK, Stephens M and Donnelly P. Inference of Population Structure Using Multilocus Genotype Data. Genet. 2000; 155: 945-959.
26. Rajesh MK, Sabana AA, Rachana KE, Rahman S, Jerard BA and Karun A. Genetic relationship and diversity among coconut (Cocos nucifera L.) accessions revealed through SCoT analysis. 3Biotech. 2015; 5: 999-1006. [DOI:10.1007/s13205-015-0304-7]
27. Sharghi N and Lalezari I. Papaver bracteatum Lindl. a Highly Rich Source of Thebaine. Nature. 1967; 213: 1244. [DOI:10.1038/2131244a0]
28. Gurkok T, Kaymak E, Boztepe G, Koyuncu M and Parmaksiz I. Molecular characterization of the genus Papaver section Oxytona using ISSR markers. Turk. J. Bot. 2013; 37: 644-650. [DOI:10.3906/bot-1208-16]
29. Mohseni Z, Bernousi I, Mandoulakani B A and Darvishzadeh R. Genetic Diversity in Papaver bracteatum and Papaver somniferum Populations Revealed by ISSR Markers. Bulgarian J. Agricultural Science 2015; 21: 485-493.
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
